Актиномицеты встречаются в значительном количестве как в почве, так и в водной среде. И в той и в другой среде древесина подвержена гниению. Поскольку в разрушении древесины базидио-мицеты и микроорганизмы играют большую роль, способствуя развитию мягкой гнили, актиномицетам как разрушителям древесины не уделялось достаточного внимания. Однако в последнее время эта группа микроорганизмов вызвала к себе серьезный интерес в связи с тем, что выявилась значительная роль бактерий в разрушении древесины. При экологических исследованиях актиномицеты неоднократно выделяли из древесины, хранящейся в различных природных условиях; а также из древесины, пропитанной химическими средствами защиты.

По литературным данным, была проанализирована роль актиномицетов в поражении материалов, а также древесины в почве и водной среде. Оказалось, что отсутствует единая точка зрения относительно механизма разложения древесины этими микроорганизмами. Более того, несмотря на общее признание, что актиномицеты являются целлюлезолитическимк организмами, выполнении Международной программы по изучению актиномицетов решили не пользоваться целлюлезолитическим тестом, по которому судили об используемом источнике углерода при определении видов Streptomyces, поскольку «в первом исследовании отмечена отрицательная или сомнительная утилизация углерода древесины у всех 130 исследуемых культур».

При кратковременных испытаниях с чистыми культурами обнаружено, что представители рода Streptomyces могут довольно быстро образовывать колонии на древесине, интенсивно проникая в глубь ее тканей. В данной работе описываются результаты более длительных испытаний с теми же штаммами чистых культур; представлены также результаты опытов с целлюлозой.

Эксперименты проводили на 20 культурах стрептомицетов, выделенных ранее из зараженной после почвенных испытаний древесины сосны. Использовали также организмы рода Nocardia NCI В 11216 (штамм Rhodochrous).

Целлюлозу определяли по методу Раутелла и Каулинга, используя пробирки с агаром; в качестве питательного субстрата применяли культуральную среду, приготовленную по методу Кастера и Уильямса, где крахмальный и казеиновый компоненты были заменены кристаллической целлюлозой («Сигмаселл-S 3504»), размельченной в шаровой мельнице в течение 72 ч. Концентрация целлюлозы составляла 1 и 0,1%. После приготовления среда была непрозрачной, матовой, но на участках, где целлюлоза разлагалась, она становилась прозрачной. Целлюлозную питательную среду заливали в пробирки до высоты 10 см, после затвердения вносили посевной материал — суспензию спор каждой культуры. В контрольных пробирках посевной материал отсутствовал.

Микроорганизмы выращивали при температуре 25° С в течение 12 недель. Через каждую неделю определяли прозрачность среды или отмечали появление просветленных участков в среде под инокулированной поверхностью. Глубину просветлений измеряли периодически в течение всего срока испытаний и в конце эксперимента. Потери массы определяли на образцах (10 X 10 X 7 мм) заболони древесины липы Т. vulgaris и сосны P. sylvestris. Образцы высушивали в термостате, взвешивали; тангенциальные и радиальные поверхности (10 X 7 мм) покрывали эпоксидной смолой «Аралдит». Затем образцы снова помещали в термостат при температуре 103° С на 24 ч для затвердевания смолы и снова взвешивали для определения массы смолы на каждом блоке.

По методу Смита, образцы стерилизовали в окиси этилена. Стерильные образцы помещали на чашки с агаризованной минеральной питательной средой, модифицированной описанным выше способом. На образцы наносили посевной материал — один из 20 ранее выделенных штаммов Streptomyces. Контрольные чашки не инокулировали. Все чашки инкубировали при температуре 25° С в течение 35 недель. Чтобы определить потери массы, вызываемые деятельностью этих организмов, образцы взвешивали через каждые две недели.

За образованием колоний микроорганизмов наблюдали с помощью пластинок шпона (10 мм X 10 мм X 25 мкм), приготовленных из тангенциальных и радиальных срезов древесины. Пластинки шпона вырезали из той же древесины, из которой делали образцы. Пластинки стерилизовали и инокулировали по той же методике, что и образцы, но дополнительно в качестве тест-организмов использовали также организмы рода Nocardia. Пластинки, зараженные посевным материалом, и контрольные инкубировали при температуре 25° С в течение 35 недель.

Для исследований под микроскопом, которые проводили через каждые две недели, пластинки шпона промывали в 70%-ном спирте, чтобы удалить скопление спор, окрашивали модифицированным синим пикроанилином и обычным способом готовили препараты. С образцов древесины делали срезы, которые изучали под обычным и сканирующим электронным микроскопами. Пластинки шпона также просматривали под сканирующим электронным микроскопом. Пластинки, инокулированные нокардией, перед микроскопическим исследованием спиртом не промывали.